Механизмы устойчивости опухолей к цисплатину

ДНК та намагається виправити ланцюг, що синтезується [65]. Так, поки існує адукт у ланцюгу-шаблоні, а підбір нових основ не ліквідує невідповідність, що існує, генерується сигнал, який запускає програму апоптозу. Якщо система mismatch repair не працює, такий сигнал не генерується, клітини стають толерантними до адуктів цисплатин-ДНК та набувають резистентного фенотипу.

У випадку порушення системи ексцизійної репарації спостерігається протилежний ефект. Клітини, дефектні по системі ексцизійної репарації значно більш чутливі до дії цисплатина, ніж нормальні клітини [66].

Показано, що цисплатин індукує експресію важливого для ексцизійної репарації гена ERCC-1. Але до активації гена ERCC-1 відбувається активації генів c-fos та c-jun, а також фосфорилювання білка c-Jun [67].

Нещодавно був відкритий новий ген BRCA1, повязаний з репарацією пошкодженої ДНК. Показано, що гіперекспресія цього гена в клітинах рака яєчника та молочної залози асоційована з резистентністю до дії цисплатина [68].

Топоізомерази І та ІІ, що релаксують спіралі ДНК, є важливими ферментами реплікації, транскрипції та рекомбінації. Вони відіграють суттєву роль у процесах усунення адуктів ДНК-цисплатин. У багатьох резистентних до дії цисплатина клітинах спостерігається підвищена активність топоізомерази ІІ [69]. Інгібітори топоізомераз І та ІІ: етопозид, камтотецин, СРТ-11, SN-38, новобіоцин – викликають сенсибілізацію резистентних клітин до дії цисплатина [70-72].

Ще одним механізмом резистентності до цисплатина на рівні ДНК може бути підвищена концентрація в клітині вільних нуклеотидів

(наприклад, АТФ, АДФ), які конкурують з ДНК за зв`язування з цисплатином [73]. Таким чином, вільні нуклеотиди, концентрація яких у цитоплазмі відрізняється в різних клітинах, можуть значно впливати на чутливість пухлин до цисплатина.

Важливо також розглянути утворення зшивок ДНК-білок під дією цисплатина. Хоча кількість цих адуктів набагато менше, ніж у разі між- та внутри- ланцюгових зшивок, але відмічено, що вони також відповідальні за цитотоксичний ефект цисплатина. Наприклад, було показано, що одна резистентна до дії цисплатина клітинна лінія раку яєчника утримувала у 6 разів менше цитокератина 18, ніж чутлива лінія. Трансфекція кДНК цитокератина 18 в клітини резистентної лінії давала клони з підвищеним рівнем цього білка та у більшості випадків з чутливим фенотипом. При цьому було встановлено, що після обробки цисплатином, з ДНК у клітинах зв`язуються негістонові білки. Пізніше ці білки було ідентифіковано як цитокератини [74]. Можливо, що формування зшивок цитокератин-ДНК, асоціюється з цитотоксичністю цисплатина. Тоді зменшення продукції цитокератина 18 у резистентних клітинах веде до зменшення кількості зшивок білок-ДНК та, як наслідок, зниження чутливості до цисплатина.

Виходячи з вищенаведеного, можна заключити, що резистентність до дії цисплатина на рівні ДНК обумовлена підвищеною активністю систем репарації клітини чи її толерантністю до існуючих ДНК-Pt- адуктів.

4.4.Зміни генома, що асоційовані з резистентністю до цисплатина.

Оскільки клітинна резистентність є стійко спадковою ознакою в ряду поколінь, можна зробити висновок, що стійкість до дії цисплатина визначається генетичними особливостями клітини.

Встановлено, що основна роль в цьому феномені належить 11-й та

16-й хромосомам у людини [75]. На клітинних гібридах з різним хромосомним складом було показано, що обовязковою умовою резистентного фенотипа є наявність 16-ї хромосоми з резистентних клітин та 11-ї хромосоми з чутливих клітин. При цьому основну роль грає 16-та хромосома, а 11-та хромосома необхідна для її нормального функціонування. Ці хромосоми залучені у різні боки резистентності. На

16-тій хромосомі присутні гени MRP (multidrug resistance associated protein), LRP (lung resistance protein), гени додаткового білка ексцизійної репарації-4, металотеонеіна. На 11-їй хромосомі розташовані гени, що кодують глутатіон трансферазу ? (ГSТ-?), а також протеін, що розпізнає специфічні послідовності пошкодженої ДНК.

Чутливість пухлинних клітин до дії цисплатина може залежати від функціональної активності генів р 53 та генів родини bcl.

На сьогодні все ще залишається відкритим питання про зв`язок лікарської резистентності з р 53-статусом клітин. Невизначеність тут існує тому, що роль білка Р 53 у хемочутливості клітин до лікарської терапії розглядають з двох протилежних точок зору: 1) експресія білка

Р 53 дикого типу (wt p 53) збільшує чутливість до хіміотерапії шляхом прискорення входження клітин в апоптоз; 2) білок wt P 53 зменшує хемочутливість, оскільки після пошкодження ДНК обумовлює зупинку росту для репарації ДНК [76].

Відомо, що після дії цисплатина у чутливих клітинах збільшується рівень експресії гена р 53 та відповідно – білка Р 53. Р

53 індукує експресію білка р 21/WAF1/CIP1-інгібітора циклін залежних кіназ, що грає важливу роль у зупинці клітинного циклу у G1-фазі після генотоксичного стресу [77,78]. Під час цієї зупинки клітиною приймається “рішення”: репарувати ДНК чи входити в апоптоз, в залежності від глибини пошкодження. На сьогодні ще невідомі усі біохімічні подробиці того, як активація р 53 ініціює апоптоз.

Більшість робіт по вивченню функціональної активності Р 53 у резистентних до дії цисплатина клітинах засвідчують, що мутації гена р 53 призводять до розвитку резистентності до хіміотерапії [79-82].

Показано, що в резистентних клітинах часто порушена внутрішньоклітинна локалізація білка Р 53 [83] а також не відбувається індукція експресії Р 53 та р 21 цисплатином [84,85].

Досліди по трансфекції гена р 53 також довели, що перенос у дефектні за функцією Р 53 чи null-клітини wt p53-гена обумовлює збільшення чутливості до лікарських препаратів, а трансфекція мутантного гена mut p 53 спричиняє розвиток резистентності [86].

Досліджено, що в клітині після дії цисплатина разом з р 53 індукується експресія гена mdm 2. Продукт даного гена відрізняється властивістю утворювати комплекси з білком Р 53 , таким чином дезактивуючи частину внутрішньоклітинного Р 53. В резистентних до цисплатина клітинах іноді спостерігається гіперекспресія гена mdm 2

[87] а використання антисмислових (проти mdm 2) нуклеотидів у такій системі призводить до збільшення чутливості до лікарської терапії

[88].

Таким чином, функція Р 53 може бути інактивована двома шляхами: мутаціями безпосередньо гена р 53 а також підвищеним комплексоутворенням Р 53 з MDM 2.

Але дані деяких досліджень заперечують, що мутації р 53 обов`язково спричиняють розвиток лікарської резистентності. Feudis з співавторами показали, наприклад, на 9 клітинних лініях раку яєчника з різним р 53- статусом, що в цих клітинних лініях після обробки цисплатином рівень експерсії р 21 підвищується однаковo і немає різниці у чутливості до апоптозу, індукованого дією препарата

[89,90].

Однак відомо, що більш половини злоякісних новоутворень людини відрізняються мутаціями р 53, i ця ознака є важливим показником чутливості пухлин до хіміотерапії [91]. У клінічних дослідженнях показано, що рівень експресії р 53 у зразках біопсійного матеріала при раку шлунка та яєчників може бути важливим прогностичним показником захворювання [92]. Досліджено, що Р 53-позитивний фенотип пухлин асоціюється з поганим прогнозом [93,94]. Це пояснюється тим, що мутантна форма білка має подовшений час напівжиття і тому легше виявляється імуногістохімічно.

Білки родини Bcl (Bcl-2, Bcl-Xl, Bcl-Xs, Bax та інші) грають важливу роль у регуляції процесу апоптоза. Деякі з них (Bcl-Xl, Bcl-

2) гальмують розвиток апоптоза, тоді як інші (Bcl-Xs, Bax, Bak) – навпаки є промоторами цього процесу. Відомо, що білки даної родини здатні гетеродимеризуватись, утворюючи умовний “реостат”, який регулює функціональну активність білків [95]. Досліджено, що білки

Bcl-2 та Bcl-Xl гіперекспресовані при багатьох неопластичних захворюваннях людини. Причому така гіпрекспресія асоційована з резистентністю пухлинних клітин in vitro до протипухлинних препаратів

[96]. Така стійкість клітин пов`язана з порушенням механізмів індукції апоптозу у відповідь на лікарську терапію. У дослідах з використанням клітин траксфекованих генами bcl-2 чи bcl-xl було показано, що трансфекти набувають резистентний фенотип до цілого ряду лікарськиї препаратів включаючи цисплатин [97,98]. У таких модельних клітинах була значно зменшена деградація ДНК після обробки цисплатином. Якщо порівнювати внесок продуктів генів bcl-2 та bcl-xl у антиапоптозному ефекті, то показано, що білок Bcl-Xl має більший вплив [99].

Після обробки цисплатином у чутливих клітинах, що входять в апоптоз, не змінюється рівень експресії білків Bcl-2, Bcl-Xl та Bax

(24kDa), але підвищується рівень білків Bak та Bax (21 kDa), тобто білків-агоністів апоптозау [100-102]. Відомо, що в деяких резистентних до цисплатина клітинних лініях спостерігається знижений рівень експресії Bax [103], а трансфекція гена bax спричиняє підвищення чутливості до хіміотерапії [104]. А от клітини з підвищеною експресією Bak відрізняються більшою чутливістю до дії цисплатина [105].
Відомо, що білок Bcl-2 часто гіперекспресований у пухлинах людини. Причиною такої гіперекспресії вважають часті ділеції великих нетрансльованих послідовностей з 3 та 5 – кінців гену bcl-2 (78-А). Дещо суперечливі дані імуногістохімічних досліджень експресії білків родини Bcl у зразках біопсійного матеріалу та прогнозування чутливості до лікарської терапії у порівнянні з дослідженнями in vivo. Наприклад, одні дослідники повідомляють, що Вcl-2-позитивні неоплазії мають слабку відповідь на хіміотерапію та поганий прогноз [106,107], інші – навпаки, спостерігають, що експресія Вcl-2 у пухлинах асоціюється з покращеним виживанням [108]. Експресія Вax окремо не має ніякого прогностичного значення [109].

Роботи, зроблені з використанням резистентних до дії цисплатина лініях клітин показали важливість онкогена fos в резистентності до цього препарату. В резистентних лініях клітин спостерігали підвищений рівень експресії гена fos. Були визначені дві важливі функції Fos- білка: транскрипційна активація синтеза ДНК та участь у клітнинній проліферації. Fos-білок контролює клітинну відповідь на пошкодження

ДНК цисплатином через активацію генів топоізомерази І, полімерази ? та металотеонеіна [2].

Повідомляється про те, що гіперекспресія супресорного гена nm

23 супроводжується, як правило, збільшенням чутливості до дії цисплатина. Дані результати отримано з досліджень in vitro на клітинних лініях карциноми молочної залози людини MDA-MB-435, лінії карциноми яєчника OKAR-3 та лінії меланоми К-1735-ТК, а також при дослідженні клінічного матеріалу пухлин молочної залози. У всіх досліджуваних системах гіперекспресія nm 23 призвела до формування у клітинах великої кількості міжланцюгових зшивок ДНК та збільшення чутливості до цисплатина [110].

Цікавими є дані по переносу резисткнтного до цисплатина фенотипу при трансфекції генів v-src. Непухлинні епітеліальні клітини людини HAG-1 після трансфекції гену v-src набували неопластичного фенотипу та резистентності до цисплатина. У трансформованих клітинах спостерігали значне зменьшення формування міжланцюгових зшивок ДНК з їх послідовним швидким видаленням. Після обробки даних клітин інгібіторами src-кіназ знижувався рівень резистентності до цисплатина. Результати цієї роботи вказують на можливість участі продукту гена v-src в індукції резитентності до цисплатина шляхом модуляції деяких шляхів репарації ДНК [111].

Ампліфікація гена сорцина (кальцій-звязуючого білка з молекулярною масою 19-22кД) в деяких модельних системах асоціювалася з резистентним фенотипом [112]. Важко зараз сказати, чи є резистентність пов`язаною саме з сорцином чи разом з геном сорцина у клітинах ампліфіковані і інші, більш важливі для розвитку резистентності гени.

Таким чином резистентність до цисплатина має комплексний характер і пов`язана з рядом особливостей клітин на рівні цитоплазматичної мемрани, внутрішньоклітинних систем детоксикації, систем репарації та порушення функціональної активності генів p 53, bcl-2, fos, mdm 2, nm23та інших.

Список літератури

1. Чехун ВФ. Роль плазматичних мембран нормальних і пухлинних клітин в механізмі реалізації цитотоксичних ефектів координаційних сполук платини [Автореф дис ... докт мед наук]. Киев: ИЭПОР, 1994. 40 сс.

2. Scanlon KJ, Kashani-Sabet M, Tone T, Funato T. Cisplatin resistance in human cancers. Pharmacol Ther 1991; 52:385-406.

3. Gately DP, S.B.Howell SB. Cellular accumulation of the anticancer agent cisplatin. Br J Cancer 1993; 67:1171-6.

4. Ohmori T, Morikage T. The mechanism of the difference in cellular uptake of platinum derivatives in non-small cell lung cancer cell line (PC-14) and its cisplatin-resistant subline (PC-14/CDDP). Jpn J

Cancer Res 1993; 84: 83-92.

5. Scanlon KJ, Safistein RL, Thies H, Gross RB, Waxman S, Guttenplan

JB. Inhibition of amino acid transport by cis- diamminedichloroplatinum (II) derivatives in L1210 murine leukemia cells. Cancer Res 1983; 43: 4211-5.

6. Andrews PA, Velury S, Mann SC, Howell SB. Cis- diamminedichloroplatinum II accumulation in sensitive and resistant human ovarian carcinoma cells. Cancer Res 1988; 48: 68-73.

7. Richon VM, Schulte N, Eastman A. Multiple mechanisms of resistance to cis-diamminedichloroplatinum (II) in murine leukemia

L1210 cells. Cancer Res 1987 47: 2056-61.

8. Zaman GJR, Lakelma J, Tellingen O, Beijnen J, Dekker H,

Paulusma C, Oude Elferink RPJ, Baas F, Borst P. Role of glutathione in the export of compaunds from cells by the multidrug-resistance- associated protein. Proc Natl Acad Sci USA 1995; 92:7690-4.

9. Muller V, Meijer C, Zaman GJR. Overexpression of the gene encoding the multidrug resistance-assiciated protein results in increased ATP- dependent glutathione S-conjugate transport. Proc Natl Acad Sci USA

1994; 91: 13033-7.

10. Ishikawa T, Ali-Osman F. Glutathione-associated cis- diamminedichloroplatinum (II) metabolism and ATP-dependent efflux from leukemia cells. J Biol Chem 1993; 268: 20116-25.

11. Laurent G, Erickson LC, Sharkey NA, Kohn KW. DNA cross-linking and cytotoxicity induced by cis-diamminedichloroplatinum (II) in human normal and tumor cell lines. Cancer Res 1981; 41: 3347-51.

12. Sorenson CM, Barry MA, Eastman A. Analysis of events associated with cell cycle arrest at G2 phase and cell death induced by cisplatin. J Natl Cancer Inst 1990; 82: 749-55.

13. Olivero OA, Chang PK, Lopez-larraza DM, Semino-Mora MC, Poirier

MC. Preferential formation and decreased removal of cisplatin-DNA adducts in chinese hamster ovary cell mitochondrial DNA as compared to nuclear DNA. Mutat Res 1997, 391(1-2): 79-86.

14. Giurgiovich AJ, Diwan BA, Olivero OA, Anderson LM, Rice JM,

Poirier MC. Elevated mitochondrial cisplatin-DNA adduct levels in rat tissues after transplacental cisplatin exposure. Carcinogenesis 1997,

18(1): 93-6.

15. Gorczyca W, Gong I, Ardelt B, Traganos F, Darzynkiewicz Z. The cell cycle related differences in susceptibility of HL-60 cells to apoptosis induced by various antitumor agents. Cancer Res 1993,

53(13): 3186-92.

16. el Alaoui S, Lawry J, Griffin M. The cell cycle and induction of apoptosis in a hamster fibrosarcoma cell line treated with anticancer drugs: its importance to solid tumor chemotherapy. J Neurooncol 1997,

31(1-2): 195-207.

17. Vaisman A, Varchenko M, Said I, Chaney SG. Cell cycle changes associated with formation of Pt-DNA adducts in human ovarian carcinoma cells with different cisplatin sensitivity. Cytometry 1997,

27(1): 54-64.

18. Nishio K, Saigo N. Effect of cisplatin on cell cycle regulators.

Gan To Kagaku Ryoho 1994, 21(3): 289-94.

19. Dimanche-Boitrel MT, Micheau O, Hamman A, Haugg M, Eymin B,

Chauffert B, Solary E. Contribution of the cyclin-dependent kinase inhibitor p27KIP1 to the confluence-dependent resistance of HT 29 human colon carcinoma cells. Int J Cancer 1998, 77(5): 796-802.

20. Gill JS, Mindebank AJ. Cisplatin-induced apoptosis in rat dorsal root ganglion neurons is associated with attempted entry into the cell cycle. J Clin Invest 1998, 101(12): 2842-50.

21. Megyesi J, Safirstein RL, Price PM. Induction of p 21

WAF1?CIP1/SDI1 in kidney tubule cells affects the course of cisplatin- induced acute renal failure. J Clin Invest 1998, 101(4): 777-82.

22. Otto AM, Paddenberg R, Schubert S, Mannherz HG. Cell cycle arrest, micronucleus formation, and cell death in growth inhibition of MCF-7 breast cancer cells by tamoxifen and cisplatin. J Cancer Res

Clin Oncol 1996, 122(10): 603-612.

23. Boersma AW, Nooter K, Oostrum RG, Stoter G. Quantification of apoptotic cells with fluorescein isothiocyanate-labeled annexin V in chinese hamster ovary cells cultures treated with cisplatin.

Cytometry 1996, 24(2): 123-130.

24. Ormerod MG, O`Neill C, Robertson D, Helland LR, Harrap KR. Cis- diamminedichloroplatinum (II)-induced cell death through apoptosis in sensitive and resistant human ovarian carcinoma cell lines. Cancer

Chemother Pharmacol 1996, 37(5): 463-471.

25. Uslu R, Jewett A, Bonavida B. Sensitization of human ovarian tumor cells by subtoxic CDDP to anti-fas antibody mediated cytotoxicity and apoptosis. Gynecol Oncol 1996, 62(2): 282-91.

26. Fulda S, Sieverts H, Friesen C, Herr I, Debatin KM. The CD95(APO-

1/Fas) system mediates drug-induced apoptosis in neuroblastoma cells.

Cancer Res 1997, 57(17): 3823-9.

27. McGahon AJ, Costa Pereira AP, Daly L, Cotter TG. Chemotherapeutic drug-induced apoptosis in human leukaemic cells is independent of the

Fas(APO-1/CD95) receptor/ligand system. Br J Haematol 1998, 101(3):

539-47.

28. Antoku K, Liu Z, Johnson DE. Inhibition of caspase proteases by

CrmA enhances the resistance of human leukemia cells to multiple chemotherapeutic agents. Leukemia 1997, 11(10): 1665-72.

29. Chen Z, Naito M, Mashima T, Tsuruo T. Activation of actin- cleavable interleukin 1 beta-converting enzyme (ICE) family protease

CPP-32 during chemotherapeutic agent-induced apoptosis in ovarian carcinoma cells. Cancer Res 1996, 56(22): 5224-9.

30. Marissen WE, Lloyd RE. Eukariotic translation initiation factor

4G is targeted for proteolytic cleavage by caspase 3 during inhibition of translation in apoptotic cells. Mol Cell Biol 1998,

18(12): 7565-74.

31. Kraker AJ, Moore CW. Accumulation of cis-diamminedichloroplatinum

(II) and platinum analogues by platinum-resistant murine leukemia cells in vitro. Cancer Res 1988; 48: 9-13.

Страницы: 1, 2, 3